Please use this identifier to cite or link to this item: https://repo.btu.kharkov.ua/handle/123456789/57305
Title: Біохімічна оцінка ефективності гіпотермічного зберігання еритроцитів за трансфузії крові у собак
Other Titles: Biochemical evaluation of the effectiveness of hypothermic storage of erythrocytes during blood transfusion in dogs
Authors: Гребенюк, Карина Русланівна
metadata.dc.contributor.advisor: Денисова, О. М.
metadata.dc.contributor.affiliation: Державний біотехнологічний університет
Кафедра фізіолоігії та біохімії тварин
Keywords: еритроцити собаки;трансфузія;гіпотермічне зберігання;біохімічні показники;dog erythrocytes;transfusion;hypothermic storage;biochemical parameters.
Issue Date: 2024
Publisher: Харків: ДБТУ
Citation: Гребенюк К. Р. Біохімічна оцінка ефективності гіпотермічного зберігання еритроцитів за трансфузії крові у собак: кваліфікаційна робота магістра: спец. 211 Ветеринарна медицина; наук. кер. О. М. Денисова. Харків: ДБТУ, 2024. 65 с.
Abstract: Актуальність теми кваліфікаційної роботи. Збільшення кількості трансфузійних процедур у собак вимагає наявності достатніх запасів крові, які можуть бути швидко доступні у критичних ситуаціях. Гіпотермічне зберігання є оптимальним методом для підтримки функціональності еритроцитів, що забезпечує їхню життєздатність. Розвиток банків крові для собак дозволяє стандартизувати процеси зберігання та використання крові та її компонентів, що сприяє підвищенню якості ветеринарної допомоги. Вивчення біохімічних параметрів збережених еритроцитів допомагає визначити найкращі умови для їх зберігання та використання. Оптимізація умов гіпотермічного зберігання може зменшити ризик ускладнень, пов’язаних із трансфузійними реакціями [55]. Актуальність даної теми також полягає у необхідності розробки нових консервуючих розчинів, які б враховували особливості структури еритроцитів собак, що може покращити результати трансфузій. Підвищення ефективності гіпотермічного зберігання сприятиме зниженню витрат на трансфузійні матеріали та забезпеченню їхньої кращої доступності. Дослідження у цій області можуть привести до покращення стандартів ветеринарної практики та забезпечення кращого догляду за тваринами. Збільшення випадків захворювань, які вимагають трансфузій підкреслює важливість біохімічних досліджень для розробки ефективних методів зберігання крові та розробці нових протоколів для підвищення безпеки трансфузійних процедур. Мета кваліфікаційної роботи. Вивчити біохімічні та біофізичні показники еритроцитів собак під час їх гіпотермічного зберігання у ресуспендуючому розчині SAGM з додаванням N-ацетилцистеїна, та оцінити ефективність їх трансфузії. Завдання: Оцінити виживаність еритроцитів собак після гіпотермічного зберігання. Проаналізувати здатність еритроцитів витримувати фізичні навантаження без пошкодження. Вивчити ключові біохімічні параметри, що відображають функціональний стан еритроцитів. Реалізувати процедуру переливання еритроцитів та оцінити їх функціональність після трансфузії. Оптимізувати методику гіпотермічного зберігання еритроцитів для підвищення їх збереженості та ефективності трансфузії. Об’єкт дослідження – еритроцити собак. Предмет дослідження – гіпотермічне зберігання еритроцитів собак. Теоретичне та практичне значення одержаних результатів. Робота розширює знання про вплив гіпотермічного зберігання еритроцитів на їх фізіологічні та біохімічні властивості, що має важливе значення для розробки нових методів консервації крові. Зокрема, дослідження демонструє, що додавання антиоксиданта N-ацетилцистеїну (NAЦ) до ресуспендуючого середовища SAGM значно знижує рівень оксидативного стресу та гемолізу еритроцитів. На 35-й день зберігання рівень гемолізу еритроцитів, що зберігалися гіпотермічно в ресуспендуючому розчині SAGM з додаванням NAЦ знизився в три рази порівняно з контролем без антиоксиданту. Додавання NAЦ до розчину SAGM підвищує стійкість мембран еритроцитів до осмотичного стресу та зберігає їхню механічну стійкість протягом тривалого гіпотермічного зберігання. Біохімічні показники крові (АТФ, лактат, глюкоза, рН, калій, натрій, хлор) були значно кращими при використанні ресуспендуючого середовища з додаванням NАЦ протягом 35 днів зберігання. Виявлено, що зберігання еритроцитів у розчині SAGM з додаванням NАЦ призводить до менш вираженого зростання концентрації калію порівняно з еритроцитами, збереженими у стандартному розчині SAGM. Крім того, незважаючи на легке підкислення розчину, зберігання еритроцитів у розчині SAGM з додаванням NАЦ до 35 днів не призводило до статистично значущого відмінності рівня pH порівняно з контрольною групою. Після гемотрансфузії еритроцитів, збережених в гіпотерміних умовах в ресуспендуючому розчині SAGM з додаванням NАЦ, вміст загального білірубіну знизився на 43,17% порівняно до лікування, що вказує на успішність лікування анемії. Водночас, рівень АлТ та АсТ зменшився відповідно до норми для здорових собак. Це свідчить про зниження навантаження на печінку та загальне покращення стану тварин. В результаті дослідження біохімічної оцінки ефективності гіпотермічного зберігання еритроцитів за трансфузії крові у собак одержані дані, які дозволять розробити нові ефективні методи гіпотермічного зберігання цих клітин зі збереженням їх структурно-функціональних показників на достатньо високому рівні. Апробація. Дані, що представлені у магістерській роботі, обговорено на засіданнях кафедри фізіології та біохімії тварин. Результати проведених досліджень доповідались на 48 Конференції молодих вчених “Холод в біології та медицині - 2024” (Харків, 2024) та Всеукраїнській науково- практичній конференції здобувачів вищої освіти “Дні студентської науки у ветеринарній медицині” (Харків, 2024). Публікації за темою. Гребенюк К.Р., Денисова О.М. Оптимізація гіпотермічного зберігання еритроцитів собак: роль ацетилцистеїну у підвищенні механічної стійкості // Холод в біології та медицині, 2024. Вип.
Relevance of the qualification work. The increasing number of transfusion procedures in dogs requires the availability of sufficient blood supplies that can be quickly accessed in critical situations. Hypothermic storage is the optimal method for maintaining the functionality of red blood cells, which ensures their viability. The development of blood banks for dogs allows us to standardize the processes of storage and use of blood and its components, which contributes to the quality of veterinary care. The study of biochemical parameters of stored red blood cells helps to determine the best conditions for their storage and use. Optimization of hypothermic storage conditions can reduce the risk of complications associated with transfusion reactions [55]. The relevance of this topic also lies in the need to develop new preservation solutions that take into account the peculiarities of the structure of canine red blood 9 cells, which can improve transfusion results. Improving the efficiency of hypothermic storage will help reduce the cost of transfusion materials and ensure their better availability. Research in this area could lead to improved standards of veterinary practice and better animal care. The increase in the incidence of diseases requiring transfusions emphasizes the importance of biochemical research to develop effective methods of blood storage and to develop new protocols to improve the safety of transfusion procedures. The purpose of the qualification work. To study the biochemical and biophysical parameters of canine erythrocytes during their hypothermic storage in a resuspending solution supplemented with N-acetylcysteine and to evaluate the effectiveness of their transfusion. Objectives: To assess the survival of dog erythrocytes after hypothermic storage. To analyze the ability of red blood cells to withstand physical activity without damage. To study key biochemical parameters reflecting the functional state of red blood cells. Implement the procedure of red blood cell transfusion and evaluate their functionality after transfusion. To optimize the method of hypothermic storage of red blood cells to increase their safety and transfusion efficiency. The object of the study is dog erythrocytes. The subject of the study is the hypothermic storage of dog erythrocytes. Theoretical and practical significance of the results. The work expands the knowledge about the effect of hypothermic storage of red blood cells on their physiological and biochemical properties, which is important for the development of new methods of blood preservation. In particular, the study demonstrates that the addition of the antioxidant N-acetylcysteine (NAC) to the SAGM resuspension medium significantly reduces the level of oxidative stress and hemolysis of red blood cells. On the 35th day of storage, the level of erythrocyte hemolysis with the addition of NAC decreased three times compared to the control without the 10 antioxidant. The addition of NAC to the SAGM solution increases the resistance of erythrocyte membranes to osmotic stress and preserves their mechanical stability during prolonged hypothermic storage. Biochemical parameters of blood (ATP, lactate, glucose, pH, potassium, sodium, chlorine) were significantly better when using the resuspension medium with the addition of NAC during 35 days of storage. It was found that the storage of red blood cells in SAGM solution with the addition of NAC leads to a less pronounced increase in potassium concentration compared to red blood cells stored in standard SAGM solution. In addition, despite the slight acidification of the solution, storage of red blood cells in SAGM solution with the addition of NAC for up to 35 days did not lead to a statistically significant difference in pH compared to the control group. After hemotransfusion of erythrocytes stored in hypothermic conditions in SAGM resuspending solution with the addition of NAC, the total bilirubin content decreased by 43.17% compared to the pretreatment, indicating the success of the treatment of anemia. At the same time, the level of AlT and AsT decreased by the norm for healthy dogs. This indicates a decrease in the load on the liver and an overall improvement in the condition of the animals. As a result of the study of biochemical evaluation of the effectiveness of hypothermic storage of erythrocytes during blood transfusion in dogs, data were obtained that will allow the development of new effective methods of hypothermic storage of these cells while maintaining their structural and functional parameters at a sufficiently high level. Approbation. The data presented in the master's thesis were discussed at the meetings of the Department of Animal Physiology and Biochemistry. The results of the research were reported at the 48th Conference of Young Scientists “Cold in Biology and Medicine - 2024” (Kharkiv, 2024) and the All-Ukrainian Scientific and Practical Conference of Higher Education Applicants “Days of Student Science in Veterinary Medicine” (Kharkiv, 2024).
URI: https://repo.btu.kharkov.ua//handle/123456789/57305
metadata.dcterms.references: 1. Шпакова Н. М., Орлова Н. В., Ніпот О. Є., Александрова Д. І. Порівняльне вивчення дії механічного стресу на еритроцити людини і тварин // Фізіологічний журнал. – 2015. – Том 61(3), С. 75–80. 2. Antonelou M. H., Kriebardis A. G., Papassideri I. S. Aging and death signalling in mature red cells: from basic science to transfusion practice //Blood Transfusion = Trasfusione del Sangue. – 2010. – Vol. 8 Suppl 3(Suppl3), P. s39–s47. URL : https://doi.org/10.2450/2010.007S. 3. Bardyn M., Tissot J-D., Prudent M. Oxidative stress and antioxidant defenses during blood processing and storage of erythrocyte concentrates //Transfusion Clinique et Biologique. – 2018. – Vol. 25(1), P. 96–100. URL :https://doi.org/10.1016/j.tracli.2017.08.001. 4. Barvitenko N. N., Adragna N. C., Weber R. E. Erythrocyte signal transduction pathways, their oxygenation dependence and functional significance // Cellular Physiology and Biochemistry: International Journal of Experimental Cellular Physiology, Biochemistry, and Pharmacology. – 2005. – Vol. 15(1-4), P. 1–18. URL : https://doi.org/10.1159/000083634. 5. Bhattacharya D., Mukhopadhyay D., Chakrabarti A. Hemoglobin depletion from red blood cell cytosol reveals new proteins in 2-D gel-based proteomics study // Proteomics Clin Appl. – 2007. – Vol. 1, P. 561–564. URL : https://doi.org/10.1002/prca.200700178. 6. Bird G. W. G. The history of blood transfusion // Injury. – 1972. – Vol. 3(1), P. 40–44. URL : https://doi.org/10.1016/s0020-1383(71)80138-9. 7. Bryk A. H., Wiśniewski J. R. Quantitative analysis of human red blood cell proteome // J. Proteome Res. – 2017. – Vol. 16(8), P. 2752–2761. URL : https://doi.org/10.1021/acs.jproteome.7b00025. 8. Czubak K., Antosik A., Cichon N., Zbikowska H. M. Vitamin C and Trolox decrease oxidative stress and hemolysis in cold-stored human red blood cells // Redox Report. – 2017. – Vol. 22(6), P. 445–450. URL : https://doi.org/10.1080/13510002.2017.1289314. 9. D'Alessandro, A., & Zolla, L. (2013). Biochemistry of red cell aging in vivo and storage lesions. Hematology Education: The Education Program for the Annual Congress of the European Hematology Association, 7(1), 389-396. 10.Denysova M., Zhegunov G. F. Cryopreservation of canine erythrocytes using dimethyl sulfoxide, polyethylene glycol and sucrose // Problems of Cryobiology and Cryomedicine. – 2021. – Vol. 31(1). URL : https://doi.org/10.15407/CRYO31.01.038. 11.Dumaswala U. J., Wilson M. J., Wu Y. L., Wykle J., Zhuo L., Douglass L. M., Daleke D. L. Glutathione loading prevents free radical injury in red blood cells after storage // Free Radical Research. – 2000. – Vol. 33(5), P. 517–529. URL : https://doi.org/10.1080/10715760000301061. 12.Fontes J. A., Banerjee U., Iazbik M. C., Marín L. M., Couto C. G., Palmer A. F. Effect of ascorbic acid on storage of Greyhound erythrocytes // American Journal of Veterinary Research. – 2015. – Vol. 76(9), P. 789–800. URL : https://doi.org/10.2460/ajvr.76.9.789. 13.Fridovich I. Superoxide radical and superoxide dismutases // Annual Review of Biochemistry. – 1995. – Vol. 64, P. 97–112. URL : https://doi.org/10.1146/annurev.bi.64.070195.000525. 14.Fujii J., Homma T., Osaki T. Superoxide radicals in the execution of cell death // Antioxidants (Basel, Switzerland). – 2022. – Vol. 11(3), P. 501. URL : https://doi.org/10.3390/antiox11030501 15.Giangrande P. L. F. The history of blood transfusion // British Journal of Haematology. – 2000. – Vol. 110(4), P. 758–767. URL : https://doi.org/10.1046/j.1365-2141.2000.02139.x. 16.Goggs R., Wiinberg B. Canine blood transfusions: understanding and overcoming the challenges // Veterinary Clinics of North America: Small Animal Practice. – 2019. – Vol. 49(3), P. 471-486. URL : https://doi.org/10.1016/j.cvsm.2019.01.003. 17.Golovina K., Bobrova O., Shapkina O., Nipot E., Hovorova Yu. Decreasing of erythrocytes mechanical resistance during hypothermic storage // УЖМБС. – 2020. – Vol. 5(4), P. 357–361. URL : https://doi.org/10.26693/jmbs05.04.357 18.Handigund M., Bae T. W., Lee J., Cho Y. G. Evaluation of in vitro storage characteristics of cold stored platelet concentrates with N-acetylcysteine (NAC) // Transfusion and Apheresis Science : official journal of the World Apheresis Association: official journal of the European Society for Haemapheresis. – 2016. – Vol. 54(1), P. 127–138. URL : https://doi.org/10.1016/j.transci.2016.01.006. 19.Hess J. R. Measures of stored red blood cell quality // Vox Sanguinis. – 2014. – Vol. 107(1), P. 1–9. URL : https://doi.org/10.1111/vox.12130. 20.Hess J. R., Greenwalt T. J. Storage of red blood cells: new approaches // Transfusion Medicine Reviews. – 2006. – Vol. 20(2), P. 139-155. URL : https://doi.org/10.1016/j.tmrv.2005.12.001. 21.Högman C. F., de Verdier C. H., Ericson A., Hedlund K., Sandhagen B. Studies on the mechanism of human red cell loss of viability during storage at +4 degrees C in vitro. I. Cell shape and total adenylate concentration as determinant factors for posttransfusion survival // Vox sanguinis. – 1985. – Vol. 48(5), P. 257–268. URL : https://doi.org/10.1111/j.1423- 0410.1985.tb00181.x. 22.Holowaychuk, M. K., & Yagi, K. (2023). Blood Banking. In Advanced Monitoring and Procedures for Small Animal Emergency and Critical Care: Second Edition. URL : https://doi.org/10.1002/9781119581154.ch69 23.Jain N. C. Osmotic fragility of erythrocytes of dogs and cats in health and in certain hematologic disorders // The Cornell Veterinarian. – 1973. – Vol. 63(3), P. 411–423. 24.Jones L. M., Johnson K. A. Advances in veterinary transfusion medicine // Veterinary Clinics of North America: Small Animal Practice. – 2018. – Vol. 48(3), P. 483-497. URL : https://doi.org/10.1016/j.cvsm.2017.12.004. 25.Joseph Fernandez-Moure, Nuzhat Maisha, Erin B. Lavik, Jeremy W. Cannon. Bioconjugate Chemistry // 2018. – Vol. 29(7), P. 2150-2160. URL : https://doi.org/10.1021/acs.bioconjchem.8b00271 26.Lagerberg J. W., Korsten H., Van Der Meer P. F., De Korte D. Prevention of red cell storage lesion: a comparison of five different additive solutions // Blood transfusion = Trasfusione del sangue. – 2017. – Vol. 15(5), P. 456–462. URL : https://doi.org/10.2450/2017.0371-16. 27.Larsen L. H., Warren D. F. Fluid therapy and blood transfusions in small animals // Australian Veterinary Journal. – 1971. – Vol. 47(2), P. 29–37. URL : https://doi.org/10.1111/j.1751-0813.1971.tb02100.x. 28.Learoyd P. The history of blood transfusion prior to the 20th century - Part 1 // Transfusion Medicine. – 2012. – Vol. 22(5), P. 308–314. URL : https://doi.org/10.1111/j.1365-3148.2012.01180.x. 29.Li S., Zhang L., Yuan H., Yang L., Song F., Liu H., Wei C., Ding H., Ma Q., Su Y. Effect of low concentration of melatonin on the quality of stored red blood cells in vitro // Russian Journal of Hematology and Transfusiology. – 2022. – Vol. 67(1), P. 62-73. URL: https://doi.org/10.35754/0234-5730- 2022-67-1-62-73 30.Lindeboom G.A. The story of blood transfusion to a Pope // The Journal of Medicine and Allied Sciences. – 1954. – Vol. 9, P. 455–459. 31.Maluf N. S. R. History of Blood Transfusion // Journal of the History of Medicine and Allied Sciences. – 1954. – Vol. 9, No. 1, P. 59-107.URL : www.jstor.org/stable/24619834 (Accessed: 10 Apr. 2021) 32.Meryman H. T., Hornblower M. Manipulating red cell intra- and extracellular pH by washing // Vox sanguinis. – 1991. – Vol. 60(2), P. 99–104. URL : https://doi.org/10.1111/j.1423-0410.1991.tb00881.x. 33.Nelson G.J. Composition of neutral lipids from erythrocytes of common mammals // J. Lipid. Researsh. – 1967. - №8. – P. 374 – 379. 34.Nemkov T., Hansen K. C., Dumont L. J., D'Alessandro A. Metabolomics in transfusion medicine // Transfusion. – 2016. – Vol. 56(4), P. 980–993. URL: https://doi.org/10.1111/trf.13442. 35.Nicholls P., Fita I., Loewen P. C. Enzymology and Structure of Catalases // In Adv. Inorg. Chem. – Academic Press, 2000. – Vol. 51, P. 51–106. URL : https://doi.org/10.1016/S0898-8838(00)51001-0. 36.Ogunro P. S., Ogungbamigbe T. O., Muhibi M. A. The influence of storage period on the antioxidants level of red blood cells and the plasma before transfusion // African Journal of Medicine and Medical Sciences. – 2010. – Vol. 39(2), P. 99–104. 37.Pallotta V., Gevi F., D'Alessandro A., Zolla L. Storing red blood cells with vitamin C and N-acetylcysteine prevents oxidative stress-related lesions: A metabolomics overview // Blood Transfusion. – 2014. – Vol. 12(3), P. 376- 387. URL : https://doi.org/10.2450/2014.0266-13. 38.Pulliam K. E., Joseph B., Makley A. T., Caldwell C. C., Lentsch A. B., Goodman M. D., Pritts T. A. Improving packed red blood cell storage with a high-viscosity buffered storage solution // Surgery. – 2022. – Vol. 171(3), P. 833–842. URL : https://doi.org/10.1016/j.surg.2021.11.020. 39.Raval J. S., Fontes J., Banerjee U., Yazer M. H., Mank E., Palmer A. F. Ascorbic acid improves membrane fragility and decreases haemolysis during red blood cell storage // Transfusion Medicine. – 2013. – Vol. 23(2), P. 87–93. URL : https://doi.org/10.1111/tme.12013. 40.Raval J. S., Waters J. H., Seltsam A., Scharberg E. A., Richter E., Daly A. R., Kameneva M. V., Yazer M. H. The use of the mechanical fragility test in evaluating sublethal RBC injury during storage // Vox Sanguinis. – 2010. – Vol. 99(4), P. 325–331. URL : https://doi.org/10.1111/j.1423- 0410.2010.01365.x. 41.Raval J. S., Waters J. H., Yazer M. H. The impact of suctioning RBCs from a simulated operative site on mechanical fragility and hemolysis // The Korean Journal of Hematology. – 2011. – Vol. 46(1), P. 31–35. URL : https://doi.org/10.5045/kjh.2011.46.1.31. 42.Red blood cells of domestic mammals / Agar N.S., Board P.G., Elsevier Science Publishers, 1983. – P. 55-66. 43.Şekeroğlu M. R., Huyut Z., Him A. The susceptibility of erythrocytes to oxidation during storage of blood: Effects of melatonin and propofol // Clinical Biochemistry. – 2012. – Vol. 45(4-5), P. 315-319. URL : https://doi.org/10.1016/j.clinbiochem.2011. 44.Shohet S.B. Possible roles for the membrane cytoskeleton in regulation red cell stability and deformability // Scand. J. Clin. Lab. Invest. Suppl. – 1981. – Vol. 156. – P. 123 -130. 45.Shpakova N., Orlova N. About the mechanism of mammalian erythrocytes osmotic stability // Problems of Cryobiology and Cryomedicine. – 2020. – Vol. 30(4), P. 331–342. URL : https://doi.org/10.15407/cryo30.04.331. 46.Silva C. A. L., Azevedo Filho C. A., Pereira G., Silva D. C. N., Castro M. C. A. B., Almeida A. F., Fontes A. Vitamin E nanoemulsion activity on stored red blood cells // Transfusion Medicine. – 2017. – Vol. 27(3), P. 213–217. URL : https://doi.org/10.1111/tme.12394. 47.Smith J. K., Brown R. D. Hypothermic storage of canine erythrocytes: a review // Veterinary Clinical Pathology. – 2020. – Vol. 49(1), P. 3-11. URL : https://doi.org/10.1111/vcp.12805. 48.Soule L. D., Skrajewski-Schuler L., Branch S. A., McMahon T. J., Spence D. M. Toward translational impact of low-glucose strategies on red blood cell storage optimization // ACS Pharmacol Transl Sci. – 2024. – Vol. 7(3), P. 878-887. URL : https://doi.org/10.1021/acsptsci.4c00018. 49.Stowell S. R., Smith N. H., Zimring J. C., Fu X., Palmer A. F., Fontes J., Banerjee U., Yazer M. H. Addition of ascorbic acid solution to stored murine red blood cells increases posttransfusion recovery and decreases microparticles and alloimmunization // Transfusion. – 2013. – Vol. 53(10), P. 2248-2257. URL: https://doi.org/10.1111/trf.12106. 50.Valeri C. R., Ragno G. The mechanism of hemoconcentration during hypothermia: studies with hemoconcentrated red cells // Transfusion. – 2006. – Vol. 46(12), P. 2147-2154. URL : https://doi.org/10.1111/j.1537- 2995.2006.01016. 51.van 't Erve T. J., Doskey C. M., Wagner B. A., Hess J. R., Darbro B. W., Ryckman K. K., Murray J. C., Raife T. J., Buettner G. R. Heritability of glutathione and related metabolites in stored red blood cells // Free Radical Biology and Medicine. – 2014. – Vol. 76, P. 7-14. URL : https://doi.org/10.1016/j.freeradbiomed.2014.07.040. 52.Wardrop K.J., Owen T.J., Meyers K.M. Evaluation of an additive solution for preservation of canine red blood cells // Journal of Veterinary Internal Medicine. – 1994. – Vol. 8, P. 253-257. URL : https://doi.org/10.1111/j.1939- 1676.1994.tb03228.x. 53.Wardrop K.J., Tucker R.L., Mugnai K. Evaluation of canine red blood cells stored in a saline, adenine, and glucose solution for 35 days // Journal of Veterinary Internal Medicine. – 1997. – Vol. 11, P. 5-8. Available at: https://doi.org/10.1111/j.1939-1676.1997.tb00065.x. 54.Yoshida T., Prudent M., D’Alessandro A. Red blood cell storage lesion: causes and potential clinical consequences // Blood Transfusion. – 2019. – Vol. 17(1), P. 27–52. URL : https://doi.org/10.2450/2019.0217-18 55.Zhegunov G., Denysova O., Zhegunova G. Blood hypothermic sorage and erythrocyte cryopreservation in dogs // Problems of Cryobiology and Cryomedicine. – 2023. – Том 32(4), С. 245–255. URL : https://doi.org/10.15407/cryo32.04.245.
Appears in Collections:211 - "Ветеринарна медицина" (Магістри)

Files in This Item:
File Description SizeFormat 
2024_M_211_18_04_Hrebenyuk_K_R.pdf
  Restricted Access
1.51 MBAdobe PDFView/Open Request a copy


Items in DSpace are protected by copyright, with all rights reserved, unless otherwise indicated.